Färbungsfreie Viabilitätsbestimmung von Zellen mit dem fluidlab R-300

Die Messung der Viabilität von Zellen beim Passagieren, ist eine gängige Methode in der Zellkultur. Sie wird bei der Zellzählung zusätzlich durchgeführt, in der Regel unter Verwendung von Farbstoffen.

Die Viabilitätsmessung ist wichtig, um die Lebensfähigkeit der Zellen zu prüfen und über deren Weiterverwendung zu bestimmen. Jedes Experiment setzt eine bestimmte Anzahl an Zellen voraus. Ist die Viabilität der Zellen jedoch zu niedrig, kann mit ihnen nicht weitergearbeitet werden.

Die Viabilität der Zellen spielt auch in der Bestimmung von Dosis-Wirkung-Kurven eine maßgebende Rolle. Dabei wird der Effekt eines Wirkstoffs auf die Zellen gemessen, indem in Abhängigkeit der Konzentration die Viabilität der Zellen bestimmt wird.

Außerdem ist die Viabiliät in der Kryokonservierung eine entscheidende Methode. Die Zellen werden unter speziellen Bedingungen bei sehr niedrigen Temperaturen eingefroren. So können sie, für die Verwendung zu einem späteren Zeitpunkt oder für den Transport, konserviert werden.

Daher ist es sehr wichtig, dass die Viabilität vor dem Einfrieren und nach dem Auftauen gemessen wird. Nur wenn sie eine gute Viabilität aufweisen, eignen sie sich für Experimente.

Zur Messung der Viabilität gibt es sowohl Methoden, bei denen tote Zellen eingefärbt werden, als auch welche, die lebende markiert. Damit eine valide Aussage über die Viabilität in der Probe getroffen werden kann, darf der Farbstoff bei der Zählung nicht zu lange einwirken. Denn durch seine zytotoxische Wirkung können die Ergebnisse verfälscht werden.

Hier bietet anvajo mit dem fluidlab R-300 eine innovative Lösung zur Viabilitätsmessung, ohne Verwendung von Farbstoffen. Möglich macht dies eine digitale Holographiemethode, welche die Zellen mit einer hohen statistischen Sicherheit messen kann.

Testen Sie das fluidlab R-300 zur Viabilitätsmessung kostenfrei und unverbindlich!

Sie möchten Ihren Viabilitätsmessungen färbungsfrei durchführen oder Analysen ortsunabhängig ausführen und sind an innovativer Technologie interessiert, die sich genau das zum Ziel gesetzt hat? Dann testen Sie jetzt unser patentiertes fluidlab R-300 – ganz unverbindlich!

 

Jetzt Testgerät anfordern

Die Messung der Viabilität von Zellen: Ein zentrales Instrument im Laboralltag

Die Viabilitätsmessung ist der Schritt, welcher allen Experimenten in der Zellkultur vorausgeht. Die bei der Analyse erhaltenen Ergebnisse sind wichtig, da sie die Grundlage für jedes weitere Experiment schaffen. Demnach ist dieser Schritt unumgänglich und gehört zu den Routineverfahren im Labor.

Bei der Viabilitätsmessung wird berechnet wie viele Zellen in der Ausgangsprobe lebende bzw. tote Zellen sind. Hierfür werden zunächst alle Zellen in einer Stichprobe aus der Ausgangslösung gezählt. Dies geschieht entweder manuell, zum Beispiel mit einer Zählkammer oder automatisch, mit einem automatischen Zellzähler.

Um die lebenden von den toten Zellen unterscheiden zu können, erfolgt eine Markierung, was traditionell mit einem Farbstoff passiert. Das erhaltene Ergebnis gibt Auskunft über den Anteil der lebenden und der toten Zellen. Da sich nur lebende Zellen vermehren können, sollte die Viabilität idealerweiseder besonders hoch liegen. Im Anschluss kann berechnet werden, wieviel Volumen der Ausgangslösung entnommen werden muss, um die für weitere Experimente benötigte Zellkonzentration zu erreichen.

Es ist stets wichtig zu wissen, mit wie vielen Zellen man arbeitet, da je nachdem entsprechende Vorkehrungen getroffen werden müssen, um die Zellen zu versorgen und am Leben zu halten. Ist die Konzentration der Zellen zum Beispiel zu hoch, so kann die Sterberate steigen, da die Zellen nicht über genügend Nährstoffe verfügen.

Die innovative Viabilitätsmessung mit dem fluidlab R-300

Das fluidlab R-300 verwendet die färbungsfreie Technik der digitalen holographischen Mikroskopie (DHM), um Zellzahl und Lebensfähigkeit direkt in der Zellkulturumgebung zu analysieren. Im Gegensatz zur Hellfeldmikroskopie verwendet DHM keine optischen Linsen, sondern erzeugt so genannte "Hologramme" der Zellen, die von einem Computer analysiert werden.

Wichtig ist, dass diese holographischen Bilder Informationen sowohl über die äußere Zellmorphologie als auch über die zytoplasmatische Zusammensetzung enthalten, die auf Unterschieden in den Brechungsindizes der Zellstrukturen beruhen. Diese Eigenschaft macht die DHM-Bildgebungstechnologie für empfindliche Messungen verschiedener zellulärer Ereignisse wie den Zelltod geeignet.

Farbstofffreie Viabilitätsprüfung durch die digitale Holographiemethode

Die digitale holographische Mikroskopie (DHM) erlaubt eine markierungsfreie Viabilitätsprüfung. Bevor die Zellen gezählt und die Viabilität gemessen wird, muss die Probe gut suspendiert werden.

Auf diese Weise, dass die Zellen gleichmäßig darin verteilt sind und ein repräsentatives Ergebnis erhalten wird. Nur wenige Mikroliter müssen in die Kammer des Probenträgers acella geben werden und die Messung kann beginnen.

Die hochmoderne quantitative Phasenbildtechnik analysiert die Zellzahl und die Viabilität der Zellen automatisch und markierungsfrei. Bei der DHM wird die Probe mit Licht beleuchtet. Ein Teil des Lichts wird, entsprechend seines Brechungsindex, durch die Probe gebeugt, während ein anderer Teil durch die Probe hindurchgeht, ohne sie zu "sehen".

Nach der Probe interagiert das gebeugte Licht mit dem nicht gebeugten Licht, wodurch ein Hologramm entsteht, wenn es auf die Kamera trifft. Das Hologramm wird dann digital rekonstruiert, um ein Bild zu erhalten. Dieses Bild enthält wertvolle Informationen über die Zellkulturprobe, wie z.B. die Integrität der Membran und den Proteingehalt.

Anhand dieser Informationen kann die Viabilität der Zellen bewertet werden. Dadurch ergibt sich eine Bildgebungstechnologie, welche für empfindliche Messungen verschiedener zellulärer Ereignisse, wie Zelltod, geeignet ist.

Was ist der Unterschied zur Standard Hellfeldmikroskopie (Brightfield)?

Bei der Hellfeldmikroskopie werden Linsen verwendet, um Bilder zu erzeugen, die auf der Absorption von Licht durch die Probe basieren. Viele biologische Proben sind von Natur aus farblos und kontrastarm, da sie nur wenig Licht absorbieren. Um den Kontrast zu erhöhen, verwenden Forscher oft Farbstoffe, um ihre Probe mit der Hellfeldmikroskopie sichtbar zu machen.

Bei der DHM, die ganz ohne Linsen auskommt, werden Bilder auf der Grundlage des Brechungsindex der Probe erzeugt. Der Brechungsindex einer biologischen Struktur bestimmt die Art und Weise, wie diese mit Licht interagiert. Er enthält Informationen über den optischen Dichteunterschied an Grenzflächen wie z.B. verschiedenen Membranen oder proteinreichen Kompartimenten.

Aus diesem Grund hat ein holografisches Bild mehr Informationsgehalt als ein Hellfeldbild mit vergleichbarer Auflösung. Diese Information ist jedoch für das menschliche Auge nicht immer leicht interpretierbar. Deshalb verwendet das fluidlab R-300 Convolutional Neural Networks (CNNs), um zelluläre Zustände wie den Zelltod zu klassifizieren.

Das fluidlab R-300 analysiert mittels neuronalen Netzes per Machine Learning lebendige und tote Zellen

Zur Unterscheidung zwischen toten und lebendigen Zellen, wird beim fluidlab R-300 keine Färbung benötigt. Stattdessen verwendet das fluidlab R-300 kontrollierte Algorithmen des maschinellen Lernens (CNN), um alle Zellen innerhalb des Bildes auf Grundlage ihrer Morphologie zu erkennen und zu zählen.

Darüber hinaus wird jede Zelle von einem CNN analysiert, um den Zustand der Zelllebensfähigkeit zu bestimmen. Die Bestimmung der Zellviabilität mit DHM beruht auf einem Signal, das proportional zum intrazellulären Brechungsindex sowie zum Membrankontrast ist.

Das fluidlab R-300 unterscheidet zwischen drei Klassen: lebende, tote und so genannte "nicht-interpretierbare" Zellen. Nicht-interpretierbare Zellen sind Zellen, die sich scheinbar anders verhalten oder die vom CNN nicht mit hoher Sicherheit analysiert werden konnten. Diese dritte Zellklasse wird weder in die Gesamtzellzahl noch in die Bestimmung des Viabilitätsverhältnisses einbezogen.

Damit die Unterscheidung möglichst fehlerfrei stattfindet, wird der Algorithmus mit Bildern gefüttert. Dabei wird einprogrammiert, wie eine lebende Zelle und wie eine tote Zelle aussieht. Dadurch wird auch differenziert, ob es sich um eine Zelle handelt oder um andere Partikel, wie zum Beispiel Zellbruchstücke. Solche werden nicht gezählt.

Am Ende der Analyse werden der Prozentsatz der lebensfähigen Zellen in der Probe und die absolute Anzahl der toten und lebenden Zellen angezeigt. Darüber hinaus werden die Zellen in Boxen (farblich als lebende und tote Zellen gekennzeichnet) im rekonstruierten holographischen Bild angezeigt.

Ein Histogramm zeigt die Anzahl der lebenden und toten Zellen in Abhängigkeit von ihrer Größe. Es ist möglich, den Größenbereich manuell so anzupassen, dass nur Zellen einer bestimmten Größe in die Analyse einbezogen werden.

Es ist zu erwarten, dass die durchschnittliche Größe der Population lebender und toter Zellen aufgrund von Schrumpfungseffekten und anderen Veränderungen der Morphologie besonders stark variieren kann.

Hervorheben der morphologischen Veränderungen zur Unterscheidung der Viabilität

Zelltodprozesse gehen mit dramatischen Veränderungen der Zellmorphologie einher, z.B. Volumenänderungen und Fragmentierung. In-vitro-Assays unterscheiden typischerweise zwischen lebensfähigen und nicht-lebensfähigen Zellen, indem die Membranintegrität durch Hinzuführen von Farbstoffen wie Trypanblau beurteilt wird. Allerdings kann die Zellfärbung nach langer Exposition zu zytotoxische Effekte gegenüber dem Reagenz führen, was zu fehleranfälligen Schätzungen der Zelllebensfähigkeit führt.

Im Gegensatz dazu hebt die färbungsfreie DHM-Technik die morphologischen und strukturellen Veränderungen hervor, die während des Zelltods auftreten. Qualitativ zeichnen sich lebende Zellen durch eine dunkle Kontur, die der intakten Zellmembran ähnelt, und ein helles, strukturiertes Zytoplasma aus.

Tote Zellen erscheinen stattdessen zunächst als dunkle Objekte, die später aufgrund von Prozessen wie Membranfragmentierung, Karyolyse (Fragmentierung der Kernmembran) und Auslaufen des Zytoplasmas den Kontrast und eine klar definierte Abgrenzung verlieren.

Eine individuelle Zelluntersuchung

Das Mikroskop des fluidlab R-300 nimmt bei der Messung ein großes Bild mit einer Vielzahl an Zellen auf. Das macht die Messung besonders repräsentativ und präzise. Im Anschluss folgt jedoch eine Untersuchung jeder einzelnen Zelle dieses Bildes.

Jede Zelle wird einzeln herausgeschnitten und durch das neuronale Netzwerk analysiert, welches mithilfe der Machine-Learning-Methode lebende von toten Zellen unterscheidet. Als Ergebnis der Messung wird die Anzahl der lebenden und toten Zellen, sowie das Verhältnis angegeben.

Wie funktioniert die traditionelle Viabilitätsmessung?

Traditionellerweise wird eine Viabilitätsmessung unter Verwendung eines Farbstoffes durchgeführt. Das geschieht bei der manuellen, aber auch bei der automatischen Variante.

In der Regel geht die Viabilitätsmessung immer mit einer Zellzählung einher. Die Zellen werden mit einer geringen Menge an Farbstoff versetzt und die Messung wird zügig durchgeführt.

Unter dem Mikroskop in der Neubauer Zählkammer oder in einem automatischen Zellzähler werden die Zellen gezählt und lebende von toten unterschieden. Durch den Anteil an lebenden und toten Zellen kann auf die Viabilität geschlossen werden.  

Die klassische Methode: Die Trypanblaufärbung

Die Trypanblaufärbung ist die wohl am häufigsten angewandte Methode zur Vitalitätsbestimmung. Dabei wird der geringe Teil Probenflüssigkeit mit dem Azofarbstoff versetzt. Dieser passiert die permeable Membran der toten Zellen in der Probe und bindet im Zellinneren. Dadurch erscheinen tote Zellen bei der Hellfeldmikroskopie blau.

Im Gegensatz dazu kann das Trypanblau die Membran intakter, lebender Zellen nicht passieren. Sie erscheinen unter dem Mikroskop hell. Auf diese Weise werden die Zellen deutlich unterschieden und können gezählt werden.

Bei der metabolischen Überprüfung werden die lebenden Zellen markiert

Eine gängige Methode zur Überprüfung der metabolischen Aktivität der Zellen ist der sogenannte MTT-Test. Das Prinzip des Assays beruht darauf, dass der Farbstoff [3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium (MTT) durch mitochondriale Dehydrogenasen lebender Zellen, zu MTT-Formazan katalysiert wird.

Während MTT eine gelbe Farbe besitzt, ist MTT-Formazan blau. Das bedeutet, es kommt zu einem Farbumschlag. Dies ist jedoch nur bei lebenden Zellen der Fall, da sie über einen intakten Stoffwechsel verfügen. Auch ist das gelbe MTT membrangängig. Währenddessen akkumulieren die blauen Formazan Kristalle in unbeschädigten, proliferierenden Zellen.

Nach Ablauf der Reaktion folgt die Lyse der Zellen und eine Solubilisierung der blauen Kristalle. Anschließend erfolgt die kolorimetrische Messung bei 550 nm in einem Microplate Reader. Dieser misst die optische Dichte (OD).

Es besteht die direkte Proportion zwischen der Bildung der Formazan-Kristalle und der Anzahl der proliferierenden Zellen. Durch eine zuvor erstellte Eichkurve kann über den OD-Wert, die Zellzahl ermittelt werden.

Somit gilt, je intensiver das Blau ist, desto vitaler sind die Zellen. Bleibt die Farbe hingegen gelb, wurde das MTT nicht metabolisiert, da die Zellen tot sind.1

Die Lebend-Tot-Färbung identifiziert lebende und tote Zellen

Bei der Lebend-Tot-Färbung werden sowohl lebende, als auch tote Zellen angefärbt. Verwendet werden dafür zwei verschiedene Farbstoffe. Dabei färbt einer die lebenden Zellen, während der andere Farbstoff die Toten färbt.

Eine weit verbreitete Methode ist das Anfärben mit Fluorescein-Diacetat und Propidiumiodid. Das Fluorescein-Diacetat diffundiert in lebende Zellen und wird von ihnen verstoffwechselt. Durch Hydrolyse entsteht grün fluoreszierendes Fluoreszein.

Das Propidiumiodid hingegen diffundiert durch die permeable Membran der toten Zellen. Dort bindet es an die DNA und RNA der Zelle, wodurch diese rot-orange gefärbt wird.2

Es gibt noch weitere Farbstoffe, welche alle auf dem gleichen Prinzip basieren.

Nachteile der herkömmlichen Färbungsmethoden

Die Viabilitätsmessung mithilfe von Färbemethoden, wie zum Beispiel mit Trypanblau, kann sich nicht nur negativ auf die Zellen, sondern auch auf die Messergebnisse auswirken. So kann es zu Ungenauigkeiten kommen. Durch die Wirkung des Farbstoffs ist ebenso eine zügige Arbeit notwendig, die wenig Raum für Flexibilität bietet.

Hohe Fehleranfälligkeit und mögliche Verfälschung des Messergebnisses

Da das Trypanblau sehr leicht an Proteine bindet, wirkt es toxisch auf die Zellen. Das bedeutet, dass bei längerer Inkubationszeit der Zellen mit dem Farbstoff, die Anzahl der toten Zellen steigt. Daher muss die Messung zügig erfolgen. Andernfalls werden die Werte der Ausgangslösung verfälscht.

Auch darf kein Serum in der Probe vorhanden sein. Dieses enthält nämlich Proteine, an die der Farbstoff ebenso binden kann. Dadurch könnte eine höhere Vitalität vorgetäuscht werden, die allerdings nicht gegeben ist.3

Die Intensität der Färbung nimmt mit der Zeit ab

Die Viabilitätsbestimmung mittels der Färbung mit Trypanblau ist zu einem späteren Zeitpunkt nicht mehr reproduzierbar. Nicht nur steigt die Anzahl der toten Zellen an, sondern die Intensität der Farbe nimmt zusätzlich ab.

Somit gibt die Messung mit Trypanblau lediglich eine Momentaufnahme wieder. Diese kann nicht wiederholt werden. Es kann lediglich auf die Bilder, sofern diese vorhanden sind, zurückgegriffen werden.4

Welche färbungsfreien Messmethoden gibt es?

Die Messung der Zellviabilität findet in der Regel unter Verwendung von Farbstoffen statt, da sie schnell und einfach ist. Allerdings gibt es auch die Möglichkeit die Viabilität ohne Farbstoffe zu messen.

Einerseits gibt es das fluidlab R-300, welches sich die digitale holographische Mikroskopie zu Nutzen macht und so präzise und schnelle Ergebnisse erzielt.

Andererseits kann die Viabilität auch ohne Farbe und ohne zusätzliches Gerät gemessen werden. Diese Methode ist jedoch sehr zeitaufwendig und weist weitere Defizite auf. Dabei wird die Proliferation der Zellen über einen bestimmten Zeitraum beobachtet.

Zeitintensive Viabilitätsmessung mit dem Proliferationsnachweis

Bei dieser Proliferations-Nachweismethode wird die Zellviabilität ohne die Verwendung von Farbstoffen gemessen. Es wird sich die gesamte Kultur angeschaut und beobachtet wie oft sich die Zellen innerhalb einer bestimmten Zeit geteilt haben. Bei adhärenten Zellen erhöht sich die Konfluenz mit der Zeit. Das bedeutet, die Zellen proliferieren und bedecken eine größere Fläche.

Welche Nachteile hat der Proliferationsnachweis?

Nachteil dieser Methode ist, dass sie sehr zeitintensiv ist. Die Zellen müssen über einen längeren Zeitraum beobachtet werden. Außerdem müssen die Zellen auf der Fläche gut verteilt sein. Nur so erhält man ein repräsentatives Ergebnis.

Sind die Zellen an einer Stelle akkumuliert und an einer anderen Stelle sehr verteilt, kann kein aussagekräftiges Ergebnis erhalten werden. Zudem ist eine Aussage über die Konfluenz der Zellen stets eine subjektive Wahrnehmung.

Eine weitere Schwäche dieser Methode ist, dass die gesamte Zellkultur betrachtet wird. Eine individuelle Angabe zur Viabilität der einzelnen Zellen kann nicht getroffen werden.

Zeitsparend, präzise und nicht-invasiv: Die Eigenschaften der färbungsfreien Viabilitätsmessung mit dem fluidlab R-300

Die Nachteile, welche die Viabilitätsmessung mittels Färbung mit sich bringt, können durch das fluidlab R-300 eliminiert werden. Dadurch bietet das fluidlab eine deutlich präzisere und schonende Methode die Viabilität der Zellen festzustellen. Die zentrale Rolle spielt dabei die moderne holographische Mikroskopie-Methode.

Messfehler vermeiden und eine hohe Ergebnisgenauigkeit erreichen

Das fluidlab R-300 besitzt ein sehr großes Field of View von 5.3 mm². Dank diesem großen Sichtfeld werden besonders viele Zellen in der Probe erfasst. Folglich kann mit einer hohen Ergebnisgenauigkeit auf Viabilität und Konzentration der Ausgangsprobe geschlossen werden.

Da die Zellzählung beim R-300 automatisiert abläuft, wird der menschliche Fehler aufgehoben und die Präzision der Zählung erhöht. Durch diese beiden Eigenschaften ist die statistische Genauigkeit des Geräts sehr hoch. Im Gegensatz zur manuellen Zählung werden die Zellen genau identifiziert und es kommt nicht zur Verzählung.

Tote Zellen können zweifelsfrei identifiziert werden

Das neuronale Netzwerk detektiert und analysiert die gezählten Zellen. Es kann anhand ihrer Morphologie und Proteinkonzentration deutlich die toten von den lebenden Zellen differenzieren. Dabei grenzt es sie eindeutig vom Hintergrund ab. Die Hintergrundfarbe nimmt daher keinen Einfluss auf die Zählung oder Analyse.

Die nicht-invasive Methode schädigt die Zelle und ihre Umgebung nicht und ermöglicht weiterführende Untersuchungen

Das fluidlabR-300 misst die Zellviabilität färbungsfrei. Das heißt, dass sowohl die Zellen, als auch ihr Umfeld unverändert bleiben. Dies gibt ein repräsentatives Bild der Ausgangssuspension wieder. Es kommt nicht zum Anstieg der toten Zellzahl, da das fluidlab R-300 keine zytotoxischen Mittel verwendet.

Anders ist es bei der traditionellen Methode, der Trypanblaufärbung. Hierbei wird ein großer Eingriff in das Umfeld der Zellen und die Zellen selbst vorgenommen. Bei steigender Inkubationszeit mit dem Farbstoff, wird eine ansteigende Zellzahl an nicht viablen Zellen gemessen.

Mehr Zeit für wichtige Dinge: Dank des fluidlab R-300 fällt die zeitintensive Vorbereitung weg

Mit dem R-300 erfolgt die Viabilitätsmessung innerhalb kurzer Zeit. Denn es ist keine aufwendige Probenvorbereitung notwendig. Es reicht lediglich, wenn die Zellen sich in Suspension befinden. Ist dies der Fall, kann direkt, im besten Fall unter der Bench, mit der Messung gestartet werden.

Häufig ist es der Fall, dass sich die benötigten Materialien zur Färbung an einem anderen Platz befinden. Auch dies kostet Zeit bei der Vorbereitung, sowie bei der Auswertung, welche an einem separaten Mikroskop oder Zellzähler erfolgt. Dank der einfachen und schnellen Vorbereitung, sowie Auswertung mit dem R-300, kann mehr Zeit in aufwendigere Vorgänge investiert werden.

Die kurze Belichtungszeit ermöglicht eine hohe Erfassungsgeschwindigkeit

Die Erfassung der Bilder erfolgt beim fluidlab R-300 sehr schnell. Daher ist die Belichtungszeit besonders kurz. Das hat zum Vorteil, dass die Bilder nicht verschwommen sind, auch wenn es Bewegung in der Probe gibt. Es werden schnell scharfe Bilder aufgezeichnet.

Das digitale Holographische Mikroskop ermöglicht eine genauere und schnellere Messung gegenüber Lichtmikroskopen

Das bei der digitalen holographischen Mikroskopie erhaltene Hologramm enthält alle Informationen über die Morphologie und Proteinkonzentration einer Zelle. Bei der Färbungsmethode wird lediglich die Information gegeben, ob die Zelle lebt oder tot ist.

Im Gegensatz zur Lichtmikroskopie verwendet die digitale holographische Mikroskopie keine optischen Linsen, dadurch enthält das Bild mehr Informationen als in der Lichtmikroskopie, welche genutzt werden, um zuverlässig zwischen lebend und tot zu unterscheiden.

Keine manuellen Fokuseinstellungen mehr nötig: Das fluidlab R-300 bestimmt den perfekten Autofokus selbst

Da die Fokuseinstellung beim Mikroskop des fluidlabs R-300 automatisch erfolgt, kann die Messung schneller durchgeführt werden. Während die digitale Bildrekonstruktion abläuft, kann die Probe bei verschiedenen Fokalebenen abgerufen werden. Dies macht eine manuelle Fokussierung der Probe überflüssig. Bei der manuellen Fokussierung eines Lichtmikroskops kann es hingegen etwas dauern bis die richtige Fokussierungsebene gefunden wird.

Nutzen Sie das fluidlab R300 zur färbungsfreien Viabilitätsmessung

Überzeugen Sie sich selbst von der färbungsfreien Viabilitätsmessung mit dem fluidlab R-300. Sollten Sie sich für das fluidlab R-300 entscheiden, können Rabatte bzw. Vergünstigungen vergeben werden, sofern es sich um Bestellungen für Universitäten, Institute oder Firmen handelt und eine höhere Stückzahl in Auftrag gegeben wurde . Dies erfolgt allerdings nach einer individuellen Einzelabsprache, da es keine pauschalisierte Rabattgruppen gibt.

Nehmen sie hierfür Kontakt zu unserem Sales Team, unter info@anvajo.com auf oder holen Sie sich direkt einen Kostenvoranschlag ein.

Testen Sie das fluidlab R-300 kostenfrei und unverbindlich!

 

Jetzt Testgerät anfordern

1 Zellproliferation, Prinzip des colorimetrischen Assays (MTT-Assay), https://www.uni-giessen.de/fbz/fsp/meu/methodenplattform/analysen2/Teil-2-Zellproliferation [14.07.20]

2 Tawakoli P., 2011, Vergleich verschiedener Vitalfärbeverfahren zur Detektion und Quantifizierung adhärenter Mikroorganismen im initialen oralen Biofilm. https://freidok.uni-freiburg.de/fedora/objects/freidok:8149/datastreams/FILE1/content [7.07.20]

3 Storhaus W., 2013, Bioverfahrensentwicklung. Zellzahlbestimmung mit Vitalfärbung im Hämocytometer, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, S.106, https://books.google.de/books?id=5aM2AAAAQBAJ&pg=PA106&lpg=PA106&dq=trypanblau+nachteile&source=bl&ots=znMWUQFI1t&sig=ACfU3U3gk5OAvh8cJVuKHqm2zgLr8Qfrfg&hl=de&sa=X&ved=2ahUKEwjJ4Nmg5LvqAhWNLewKHciZBXcQ6AEwCHoECAgQAQ#v=onepage&q=trypanblau%20nachteile&f=false [7.07.20]

4 Schärfe J., Elektronische Zellvitalitätsbestimmung, ein Vergleich mit dem klassischen Trypanblau Assay, BIOspektrum 3/04, 10. Jahrgang, https://www.biospektrum.de/blatt/d_bs_pdf&_id=934241 [11.07.20]